Пересадка клеток при ожогах

Обновлено: 28.04.2024

L.R. Nikolaeva, E.V. Chentsova,
M.V. Marei, G.L. Suhih
MNII of Gelmgoltsa of Roszdrav
Institute of Biology Development of Koltsov N.K.
Scientific Center of Obstetrics, Ginecology and Perinatology of RAMN, Moscow
Purpose: to study the influence of stem cells transplantation on the corneal reparation in experiment.
Materials and methods: Study was performed on the 75 chinchilla rabbits. Severe burn was created by application on the cornea of cotton fabric disc 7 mm diameter, sodden with 10% NaOH solution during 40 seconds. Cultured stem cells, which were taken from tissue of anterior cerebrum of embryo of 1 term of gestational process, were injected subconjunctivally in the studied animal’s eyes immediately after burn. Physiological solution was injected into the control eyes. Clinical evaluation of the condition of animal’s eyes was performed on 7, 14, 22, 30 and 60 days with focal and side illumination and biomicroscopy with fluorescein probe and photoregistration.
Results: Clinical study of studied animals eyes showed the acceleration of reparative processes in epithelium and corneal stroma, decrease of opacity density and square in comparison with control eyes. Corneal vascularization was more intense in control eyes. Productive inflammatory stage in experimental eyes with usage of cell technologies was notably reduced.
Conclusions: Stem cells exert stimulating influence on corneal reparation in burns in experiment.

Ожоги глаз являются тяжелыми повреждениями органа зрения и до настоящего времени представляют серьезную медицинскую и социальную проблему. По данным литературы, частота ожогов глаз составляет до 38,4% всех глазных травм [2] и отличается большим количеством неблагоприятных исходов – более 40% пострадавших становятся в дальнейшем инвалидами 1–2 групп по зрению [3].
Совокупность взаимодействия физиологических и биохимических преобразований при ожогах глаз приводит к нарушению репаративно–регенераторных процессов в роговице, что, в свою очередь, является причиной возникновения рецидивирующих эрозий, длительно незаживающих язв роговицы, а впоследствии – грубых, интенсивно васкуляризованных бельм [5].
Предложено большое количество терапевтических и хирургических методов лечения ожогов роговицы. Несмотря на это, по–прежнему высоким остается процент неблагоприятных исходов и осложнений, требующих проведения сложных оптико–реконструктивных операций. Анализ данных литературы свидетельствует, что успех кератопластики достигается далеко не всегда, а помутнение, некроз и отторжение трансплантата являются частыми спутниками ожоговой болезни. При кератопластике по поводу аваскулярных бельм частота отторжения трансплантата достигает 35%, а при васкуляризованных – до 50–65% [4,6].
Вот почему сохраняет свою актуальность проблема поиска новых эффективных методов, применение которых позволит уменьшить количество осложнений и добиться удовлетворительных функциональных результатов.
Учитывая все вышеизложенное, целью нашей работы стало изучение влияния трансплантации стволовых клеток (СК) на репарацию роговицы при экспериментальном ожоге.
Материалы и методы. Источником донорского материала служила ткань мозга эмбрионов 1–го триместра гестации (8–12 недель). Культуры исследовали на стерильность, острую токсичность и пирогенность. Перед трансплантацией суспензию клеток тщательно отмывали от культуральной среды, подсчитывали количество жизнеспособных клеток и суспензировали в минимальном количестве физиологического раствора.
Исследование проводилось на 75 кроликах (150 глаз) весом 2–2,5 кг, на которых была создана модель тяжелого щелочного ожога роговицы (аппликация роговицы диском хлопчатобумажной ткани диаметром 7 мм, пропитанным 10% раствором NаОН, время экспозиции 40 с). Животные были разделены на 2 группы – опытную и контрольную. В опытной группе сразу после нанесения ожога производилась субконъюнктивальная инъекция суспензии стволовых клеток с отработанной ранее концентрацией 300 тыс. клеток в 0,2 мл физиологического раствора. В контрольной группе вводили 0,2 мл физиологического раствора. С целью профилактики развития вторичной инфекции на всех глазах проводили местную противоинфекционную терапию в виде инстилляций антибиотиков (0,25% раствор левомицетина 3 раза в день).
Клинические методы исследования включали осмотр переднего отрезка глаз с помощью фокального и бокового освещения и биомикроскопию с флюоресцеиновой пробой и фоторегистрацией.
Оценку состояния глаз проводили на 7, 14, 22, 30 и 60–е сутки после трансплантации по следующим признакам: степени выраженности воспалительной реакции, диаметру дефекта эпителия, площади и глубине стромального дефекта роговицы, степени неоваскуляризации роговицы, интенсивности помутнения роговицы.
Степень выраженности воспалительной реакции оценивали по балльной системе Ченцовой Е.В. [4]. Площадь дефекта стромы роговицы определяли с помощью биомикроскопии. Дефект стромы по глубине изучали по схеме Венворта. Для оценки степени неоваскуляризации роговицы измеряли длину сосудов от лимба к центру роговицы [4]. Интенсивность помутнения роговицы оценивали по шкале Войно–Ясенецкого [1].
Результаты. На 7-е сутки после трансплантации в опытной группе глаз отмечалась менее выраженная, по сравнению с контролем, воспалительная реакция, а также не наблюдались перфорации, в то время как на 13,3% контрольных глаз имела место перфорация в 4 балла (рис. 1). В опыте проявлялась тенденция к уменьшению площади и глубины эрозии и изъязвления роговицы (рис. 2). На 82,7% опытных глаз диаметр эпителиального дефекта был в пределах 5 мм в среднем, т.е. на 2 мм меньше диаметра очага поражения. Диаметр эпителиального дефекта в контрольной группе был равен исходной величине – 7мм.
На 14-е сутки наблюдения воспалительная реакция в опытной группе глаз на 32% была меньше выражена, чем в контроле. В контрольной группе глубокие дефекты роговицы наблюдались в 86,7% случаев (рис. 3). Случаи перфорации роговицы участились на 5,5%, в то время как на большинстве опытных глаз (69,3%) имели место поверхностные дефекты стромы, площадь которых не превышала 1 балла. На 69,3% опытных глаз наблюдалась васкуляризация роговицы в 2 балла. Васкуляризация роговицы в 3 балла в опытной группе глаз встречалась в 3,2 раза реже, чем в контрольной группе (рис. 4). Отмечалось значительное уменьшение диаметра эпителиального дефекта в опыте (3 мм в среднем – 1 балл), в то время как в контроле он был близок к исходной величине (6 мм в среднем – 3 балла).
На 22-е сутки после трансплантации в опытной группе глаз в большинстве случаев наблюдалось закрытие стромального дефекта роговицы (58,7%), в то время как в контроле в 56% случаев сохранялись глубокие дефекты роговицы в 2 и 3 балла (рис. 5). Васкуляризация в 3 балла имела место в опыте в 4 раза реже по сравнению с контролем (рис. 6). Интенсивность помутнения по шкале Войно–Ясенецкого в опытной группе соответствовала 7 баллам, в контрольной – 10 баллам.
К 30-му дню после трансплантации в 89,3% случаев в опыте наблюдалось закрытие эпителиального дефекта, в то время как в контрольной группе глаз в 30,7% сохранялись поверхностные дефекты стромы (1 балл) (рис. 7). Степень васкуляризации и воспалительной реакции были также больше выражены в контроле (3 и 1 балла соответственно в контроле и 1 балл и 0 баллов в опытной группе глаз) (рис. 8). Интенсивность помутнения в опытной группе в среднем соответствовала 7 баллам прозрачности по шкале Войно–Ясенецкого, в то время как в контроле в большинстве случаев наблюдались помутнения в 10 баллов.
Спустя 60 суток после трансплантации в контрольной группе глаз в 12% случаев сохранялся поверхностный дефект стромы и в 17,3% – персистирующая эрозия (рис. 9), в то время как в опытной группе наблюдалось полное закрытие эпителиального дефекта роговицы на всех глазах (рис. 10). В опытной группе отмечалось формирование более нежного бельма роговицы по сравнению с контрольной (7 и 10 баллов соответственно). Степень васкуляризации и воспалительной реакции были более выражены в контроле (3 и 1 балла соответственно в контроле и 1 балл и 0 баллов в опыте).
Анализируя приведенные данные, можно сделать следующие выводы:
1. Разработана методика трансплантации СК при ожогах роговицы в эксперименте.
2. Эффект трансплантации СК проявляется в ускорении процессов восстановления дефектов переднего эпителия и стромы роговицы (рис. 11).
3. Трансплантация СК на ожоговую поверхность роговицы способствует формированию помутнения роговицы меньшей интенсивности и площади.
4. Трансплантация СК при экспериментальных ожогах роговицы снижает степень васкуляризации роговицы.
5. Трансплантация СК при ожогах роговицы способствует сокращению продуктивной стадии воспаления тканей глаза.
6. На основании полученных клинических данных доказана эффективность трансплантации СК в ранние сроки после ожога.
Таким образом, результаты проведенного экспериментального исследования свидетельствуют о положительном влиянии трансплантации стволовых клеток на течение ожоговой болезни и подтверждают целесообразность дальнейшего изучения данного вопроса в офтальмологии.

Литература
1. Войно–Ясенецкий В.В. Разрастание и изменчивость тканей глаза при его заболеваниях и травмах. – Киев, 1979. – 184с.
2. Гундорова Р.А., Бордюгова Г.Г., Южаков А.М. Лечение и профилактика осложнений ожогов органа зрения: Метод. рекоменд. – М., 1982. – 11с.
3. Либман Е.С., Кремкова Е.В., Иофан К.Л. Эпидемиология ожогов глаз и инвалидности вследствие ожоговой болезни // Новое в лечении ожогов глаз: Тез. докл. симпоз. с участием иностранных специалистов. – М., 1989. – С.76–77.
4. Ченцова Е.В. Система патогенетически обоснованного лечения ожоговой травмы глаз. Дис. Е д–ра мед. наук. М. – 1996. – 304 с.
5. Pfister R.K. Chemical corneal burns //Int. Ophthalmol. Clin. – 1984. – V.24, № 2. – P.157–168.
6. Stark W. Transplantation antigens and keratoplasty //Microsurgery of anterior and posterior segments of the eye. – 1981.– P.33–40.

Контент доступен под лицензией Creative Commons «Attribution» («Атрибуция») 4.0 Всемирная.

Современные методы трансплантации культивированных клеток кожи и её эквивалентов при лечении ожогов

Алексеев А.А.
Попов С.В.

Одной из главных проблем лечения больных с обширной ожоговой травмой является закрытие раневых поверхностей. Новые возможности для ее решения появились вместе с разработкой механического перфоратора «Meshdermatom» (J.C.Tanner et al., 1964), позволяющeго наносить насечки на аутодермотрансплантат с получением параллельных отверстий одинаковой длины и ровными кожными промежутками. Величина такого трансплантата с коэффициентом перфораций 1:4 при его растяжении в 2-3 раза превосходит первоначальную. В дальнейшем были разработаны другие вариантыи модификации перфораторов.

Однако при обширных глубоких ожогах более 30-40 % поверхности тела закрыть все ожоговые раны при помощи лишь одних перфорированных аутодермотрансплантатов невозможно из-за дефицита донорских ресурсов (С.И.Киселев 1971; Е.Н.Матчин 1975; В.Рудковский с соавт., 1980; В.А.Огольцова 1982; B.J.MacMillan 1982).

В связи с этим разработка альтернативных методов закрытия обширных ожоговых поверхностей остается одним из актуальных вопросов комбустиологии.

Принципиальная возможность использования для заживления ран аутоклеток кожи, выращенных in vitro была показана ещё в сороковых годах в работах профессора зоологии Лондонского университета P.R.Medawar. Однако длительное время исследователям не удавалось получить многослойные пласты аутоклеток, достаточные по площади, способные реально заменить аутодермотрансплантат.

Лишь в середине семидесятых J.Rheinwald и H.Green (1975, 1977) удалось разработать метод культивирования клеток эпидермиса — кератиноцитов, позволяющий в течение примерно 3-х недель получить из биоптата кожи в 3-4 см2 многослойный пласт кератиноцитов в 1000 или даже 10000 раз превышающий первоначальный размер биоптата. В 1980 году Banks-Shlegel и H.Green опубликовали результаты трансплантации культивированных кератиноцитов человека бестимусным мышам, продемонстрировавшие перспективность выбранного направления. О первом клиническом применении аутокератиноцитов, культивированных по методу J.Rheinwald и H.Green у людей сообщил N.E.O’Connor с соавторами в 1981 году в журнале «Lancet». (N.E.O’Connor, J.B.Mulletkin et al. 1981). В статье сообщалось об успешном лечении двух больных с ожогами 80 % и 40 % поверхности тела. Метод лечения заключался в хирургической некрэктомии, временном закрытии образовавшихся ран трупной кожей и трансплантации на раневую поверхность через три недели культивированных аутокератиноцитов. В дальнейшем метод стал внедрятся в клиническую практику ведущих ожоговых центров развитых стран мира (G.G.Gallico, N.E.O’Connor et al., 1984; G.G.Gallico, N.E.O’Connor et al., 1985; S.A.Carney, 1986; M.Kumagai et al., 1988; A.Eldad et al., 1987; M.De Luca et al., 1989; С.Ф.Малахов c соавт.,1993).

Имеющиеся недостатки явились причиной дальнейшого научного поиска и исследований. Перспективным направлением оказалось использование аллогенных кератиноцитов. Работы J.M.Hefton с соавторами (J.M.Hefton, J.V.Amberson et al. 1981) и V.B.Morhenn с соавторами (V.B.Morhenn, C.V.Benike et al. 1982) показали, что кератиноциты, подвергшиеся культивированию не активизируют главный комплекс гистосовместимости, который как известно вызывает наиболее выраженную реакцию отторжения аллоклеток. Основываясь на полученных данных J.M.Hefton c cоавторами (Hefton J.M., Finkelstein J., Madden M.R., Shires G.T., 1983) провели первую успешную трансплантацию культивированных аллогенных кератиноцитов трем пациентам с дермальными ожогами. Метод позволял закрывать раны не дожидаясь трехнедельного срока, необходимого для получения подложек с культивированными аутокератиноцитами, а также создавать банки аллогенных клеток. В дальнейшем транспланатция аллогенных кератиноцитов вошла в клиническую практику некоторых ожоговых центров в развитых странах мира (M.R.Madden, J.L.Finkelstein et al., 1986; A. Eldad et al., 1987; R.Fratianne, F.Papay et al. 1993; P.Brychta P. et al., 1995; Z.Dedoviс et al., 1998; С.Ф.Малахов с соавт., 1996; С.В.Смирнов с соавт., 1998). Накопленный клинический опыт показал, что оптимальные результаты получаются при трансплантации аллокератиноцитов на дермальные ожоги и донорские раны с частично сохранившимся эпителием, существенно укорочивая сроки их заживления. Трансплантации на полнослойные раны были менее удачны и повидимому не являются методом выбора при их лечении. Результаты проведенных исследований, направленных на изучение дальнейшей судьбы аллогенных кератиноцитов (V.Gielen, M.Faure, et al., 1987; K.Hancock, M.E.Hackett 1989), в частности при помощи фингерпринтинга ДНК (A.E.Vaan der Merwe et al. 1990) показали, что со временем они элиминируются и постепенно замещаются аутоклетками. На конференции Европейского сообщества по эквивалентам кожи в Лионе в 1989 году была принята общая концепция, согласно которой аллокератиноциты рассматривают как временную биологическую повязку, производящую экстрацеллюлярный матрикс и стимулирующую пролиферацию собственного эпителия больного.

Отсуствие дермы при глубоких ожогах обусловило разработку методов её восстановления, поскольку трансплантация культивированных аутологичных и аллогенных кератиноцитов не решает этой задачи. Для её решения в настоящее время наметилось два основных направления — использование аллогенной дермы и создания аналога дермы в условиях in vitro.

Аллогенную кожу трупов для временного закрытия обширных глубоких ожогов используют в комбустиологии с 1953 года (J.B.Brown, M.P.Fryer et al. 1953). О возможности постоянного закрытия глубоких ожоговых ран аллогенной кожей, лишенной эпидермиса, было сообщено в 1985 году E.L.Heck с соавторами (E.L.Heck et al. 1985). Основываясь на полученных данных C.Cuono с соавторами в 1986 году (C.Cuono et al., 1986) провели первую успешную трансплантацию культивированных аутокератиноцитов на аллодерму. В своей работе они использовали трупную кожу, прошедшую криообработку, которая накладывалась на раны после хирургической некрэктомии глубоких ожогов. После подготовки подложек с культивированными аутокератиноцитами эпидермис трупной кожи удалялся, а на оставшуюся аллогенную дерму переносили подложки с культивированными аутокератиноцитами. и R.L.Sheridan и R.G.Tompkins (1995) сообщают о приблизительно равной площади лизиса аутокератиноцитов, трансплантированных на трупную дерму и непосредственно на раневую поверхность у больных с обширными ожогами. И в том и в другом случае лизис пересаженных культивированных кератиноцитов составил в среднем 49 % от площади трансплантации.

В последующем для уменьшения иммунореактивности аллогенной дермы был предложен её бесклеточный вариант. В результате специальной обработки аллодерма утрачивала клетки, но сохраняла свою внеклеточную структуру — естественно расположеные коллагенновые волокна, базальную мембрану и др. Один из вариантов её применения предполагает имплантацию ацеллюлярной дермы на полнослойные ожоговые раны с одновременной аутодермопластикой сверху тонким кожным трансплантатом (A.S.Livesy, D.N.Herndon et al., 1995; Wainwright D.J. 1995; V.Lattari, L.M.Jones et al., 1997). В других работах проводилось культивирование кератиноцитов на сосочковом слое бесклеточной дермы с созданием исскуственного аналога полнослойной кожи (D.A.Medalie , R.G.Tompkins et al., 1996; H.O.Rennekampff, О. V.Kiessig et.al. 1997). Во всех проведенных исследованиях отмечалось проникновение в трансплантированную ацеллюлярную дерму фибробластов, эндотелиальных клеток, прорастание сосудов со стороны раневого ложа по направлению их естественного хода. Толщина такой «неодермы» превышала толщину «неодермы» после традиционной аутодермопластики. Имеются публикации сообщающие о одновременном культивировании кератиноцитов на сосочковом слое аллодермы и фибробластов на её нижней поверхности (E.Matouskova et al., 1993; M.M.Ghosh, S.Boyce et. al., 1997). Однако клинический опыт применения бесклеточной дермы в настоящее время невелик и не позволяет сделать окончательных выводов о её преимуществе перед другими методами восстановления полнослойных дефектов кожи. Так, чешские исследователи E.Matouskova и соавторы (1994, 1997) на основании собственных клинических наблюдений с применением аналога кожи, состоящего из ацеллюлярной свиной дермы и культивированных кератиноцитов человека (RHPS-recombined human/pig skin) у больных с глубокими ожогами и донорскими ранами считают, что бесклеточную ксенодерму можно использовать только как носитель культивированных клеток, перемещаемый на рану вверх дном, то есть, с предлежанием культивированных кератиноцитов непосредственно к раневой поверхности.

Вторым направлением для восстановления дермы при глубоких ожогах стало создание биополимерных покрытий. Одна из наиболее известных моделей, предложеная J.F.Burke и I.V.Yannas (1981), получившая название искусственной кожи (artificial skin), состояла из двух слоев, верхнего — тонкой силиконовой пленки и нижнего, представляющего собой биодеградирующую пористую мембрану из перекрестно связанного коллагена и хондроитин-6-сульфата. Исскуственная кожа накладывалась на раны, образующиеся в результате хирургической некрэктомии глубоких ожогов. В течение двух-трех недель в поры нижнего слоя проникали фибробласты и эндотелиталиальные клетки больного, прорастали сосуды, одновременнно с этим происходила биодеградация самого нижнего слоя, состоящего их коллагена и хондроитин-6-сульфата. В результате чего образовывалась ткань более похожая на дерму, чем на рубец (J.F.Burke 1981). После образования «неодермы» верхний силиконовый слой удалялся и производилась аутодермопластика тонким трансплантатом толщиной примерно 0,1 мм. Использование такого тонкого трансплантата обусловливало быструю эпителизацию донорских ран и позволяло брать повторно трансплантаты с одного и того же места с небольшими интервалами (Yannas I.V., Burke J.F. et al. 1982). Следует отметить, что клинические результаты использования «исскуственной кожи» при лечении 106 обожженных в нескольких ожоговых центрах США показали более высокий уровень её лизиса в сравнении с традиционной аутодермопластикой — в среднем 20 % и 5 % соответственно. Хотя косметические результаты в случаях её приживления исследователями были оценены как несколько лучшие (D.Heimbach, A.Luterman, J.F.Burke et al. 1988).

J.Hansbrough, S.Boyce (1988) предложили свой вариант клеточно-биополимерного покрытия. Предложенный авторами культивированный заменитель кожи (cultured skin substitut), представлял собой пористую биодеградирующую мембрану, состоящую из перекрестно связанных коллагена и хондроитин-6-сульфата, на верхней поверхности которой, лишенной пор, культивировали кератиноциты и затем после получения монослоя культуры в таком виде переносили на раны, образовавшиеся в результате хирургической некрэктомии глубоких ожогов. Следующий вариант покрытия (J.Hansbrough, S.Boyce 1989) был дополнен культивированием фибробластов на нижней поверхности мембраны. В другой работе культивированные кератиноциты на верхней поверхности были заменены тонким аутодермотрансплантатом (J.Hansbrough, 1992). Однако при клиническом применении лизис таких покрытий был выше по сравнению с традиционной аутодермопластикой (S.T.Boyce, M.J.Goretsky, Greenhalgh et al. 1995).

Группа исследователей из Массачусетского технологического института и Гарвардской медицинской школы (E.Bell, H.P.Ehrlich et al. 1981) разработали так называемый «живой эквивалент кожи» (living skin equivalent), представляющий собой коллагеновый гель, включающий культивированные фибробласты, сверху покрытый культурой кератиноцитов. Имеются как положительные так и критические отзывы в литературе, описывающие клинический опыт применения «живого эквивалента кожи» (J.Nanchahal, R.Dover, W.R.Otto, S.K.Dhital 1989; D.Wasserman, et. al. 1988).

Причинами не всегда удачных результатов использования покрытий, содержащих коллаген по мнению ряда авторов (В.П.Туманов 1996; D.Wasserman et.al., 1988; M.Koide, K.Osaki et al. 1993; Matsuda et al. 1997) являются: снижение пролиферативной активности фибробластов, находящихся в контакте с коллагеном; повышение уровня синтеза коллагеназ; неустойчивость такого рода искусственных покрытий к воздействию ферментов и инфекции.

Одним из существенных недостатков применения культивированных аутокератиноцитов является длительный срок их приготовления, занимающий в среднем три недели. Для сокращения срока подготовки клеточных культур предложены методы выращивания кератиноцитов непосредственно на носителях, которые затем перемещают на рану. Такой технологический прием позволяет «уйти» от травматичного этапа классической методики по J.Rheinwald и H.Green — отделения пласта культуры кератиноцитов ферментом диспазой перед её переносом на подложки, во время которого по данным H.Green может повреждаться до 50 % базальных клеток культуры. Кроме того, предполагается, что носители стимулируют пролиферацию культивированных кератиноцитов на раневой поверхности. Эти обстоятельства позволяют сократить срок подготовки к трансплантации по сравнению с классическим методом. В качестве носителей предложены: коллагенновые подложки (M.J.Morykwas, T.R.Stevenson, C.L.Marcelo et al. 1989), фибриновый гель (H.W.Kaiser, G.B.Stark, J.Kopp et. al. 1994; Spilker G., Reifenrath M.W., Kaiser H.W. 1996), подложки, состоящие из композиций коллагена, гликозаминогликанов и хитозана (P.Y.Gueugniaud, A.Fabreguette, L.Oddou et al., 1997), на основе гиалуроновой кислоты (S.R.Myers, J.Grady et al. 1997) и др. Предложено также использование микроносителей (С.Ф.Малахов с соавт., 1997, С..В.Смирнов с соавт., 1998; J.Hecht, E.A.Hoefter et al., 1997). Однако для окончательных выводов о эффективности этих методов необходимо дальнейшее накопление и изучение клинического опыта.

В Институте хирургии им.А.В.Вишневского РАМН разработан и внедрен в клиническую практику новый метод лечения обширных ран у обожженных, принципиально отличающийся от ранее предложенных, основанный на использовании культуры аллогенных фибробластов (Д.С.Саркисов, В.П.Туманов с соавт., 1990; В.Д.Федоров, Д.С.Саркисов с соавт., 1993; Д.С.Саркисов, А.А.Алексеев с соавт., 1994). Предпосылкой к его разработке стали предшествовашие фундаментальные исследования регенераторного процесса, показавшие ключевую роль в нем фибробластов (В.В.Серов, А.Б.Шехтер, 1982; Е.А.Ефимов 1984; Л.И.Бобро 1990; B.Coulomb, L.Dubertret et. al., 1984; B.Coulomb, P.Satag, et al. 1986), а также установившие факт частичной потери фибробластами поверхностных антигенов гистосовместимости в процессе культивирования (P.Хэй 1989; J.Nanchahal, et al. 1989).

Патогенетический механизм действия предложенного метода заключается в синтезе аллогенными фиброластами экстрацеллюлярного матрикса, факторов роста, стимуляции пролиферации собственного эпителия, направленных на восстановление как эпидермального так и дермального компонента кожи. При ожогах IIIА степени, донорских и длительно незаживающих ранах трансплантацию 3-х дневной культуры аллофибробластов осуществляют непосредственно на подготовленные в результате комплексного лечения раны. При глубоких ожогах IIIB-IV степени трансплантацию аллофибробластов сочетают с аутодермопластикой с коэффициентом расширения 1:6 и более. В последнем случае аллофибробласты стимулируют эпителизацию ячеек аутотрансплантата.

Накопленный клинический опыт в различных ожоговых центрах и отделениях (А.А.Алексеев, А.Ю.Яшин 1996; А.А.Алексеев, Д.А.Саркисов с соавт., 1997; С.И.Воздвиженский, Л.И.Будкевич с соавт., 1996; Матчин Е.Н., Потапов В.Л., Огольцова В.А. 1996; Д.Я.Алейник, В.А.Аминев с соавт. 1998; Н.М.Кузнецов, О.Н.Мазка с соавт. 1998), показал его высокую эффективность. Преимуществами метода являются — небольшие сроки культивирования аллофибробластами (3 суток), хорошее приживление трансплантатов (в среднем 97 %), возможность создания банка аллогенных клеток, относительно небольшая себестоимость.

Таким образом, разработка методов лечения с использованием культивированных клеток кожи и её эквивалентов уже привела к значительному прогрессу и расширению возможностей оказания помощи обожженным, вместе с тем научный поиск оптимальных методов восстановления дермы и эпидермиса продолжается, оставаясь актуальной проблемой в комбустиологии.

1. Колокольчикова Е.Г., Будкевич Л.И., Бобровников А.Э., Бадикова А.К., Туманов В.П. // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2001. №1. С. 107-111.

4. Расулов М.Ф., Севастьянов В.И., Егорова В.А., Богатырев С.Р., Зайденов В.А., Потапов И.В., Онищенко Н.А. // Патологическая физиология и экспериментальная терапия. 2005. №2. С. 20-23.

5. Тепляшин А.С., Шарифуллина С.З., Чупикова Н.И., Сепиашвили Р.И. // Аллергология и иммунология. 2006. Т. 7. № 2. С. 189-198.

6. Терских В.В., Васильев А.В., Воротеляк Е.А. // Вестник дерматологии и венерологии. 2005. №3. С. 11-15.

8. Шумаков В.И., Онищенко Н.А., Крашенинников М.Е., Расулов М.Ф. Потапов И.В., Берсенев А.В., Зайденов В.А, Башкина Л.В., Зорин В.Л., Поздняков О.М., Кобозева Л.П., Клименко Е.Д., Мичунская А.Б. // Вестник РАМН. 2004. №9. С. 44-47.

Стволовые клетки – это недифференцированные, недетерминированные, сохраняющие свое количество клетки, дающие начало всем клеткам нашего организма и по морфологии напоминающие малый лимфоцит. Благодаря стволовым клеткам происходит регенерация и репарация тканей взрослого организма. На данный момент известно несколько типов стволовых клеток – эмбриональные стволовые клетки и стволовые клетки взрослого организма. Клетки, обладающие свойствами клонообразования и способные дифференцироваться в клетки мезенхимного происхождения, были получены в 60-е годы 20-го века Александром Фриденштейном и названы мезенхимными стволовыми клетками (МСК) взрослого организма, основным источником которых является костный мозг. Позднее МСК были получены из жировой ткани, кожи, мышц, сердца, печени, сухожилий, пульпы зубов и др. МСК способны к дифференцировке в костную, хрящевую, соединительную, жировую и мышечные ткани. В связи с этим они находят все большее применение в регенерации опорно-двигательного аппарата и при лечении ожоговых ран.

До сих пор одной из важнейших проблем хирургии является как можно более быстрое и полное восстановление кожных покровов, утраченных в результате ожоговых травм. Известно, что кожа является первым барьером между окружающей средой и внутренней средой организма. При нарушении барьерно-защитной функции кожи начинается инфекционное заражение и обезвоживание организма. Для лечения обширных поверхностных и глубоких ожоговых ран используются методы клеточной терапии, благодаря которым стало возможно спасать жизнь при ожогах более 50% поверхности тела: трансплантация ауто- или аллогенных кератиноцитов, аллогенных фибробластов кожи или аллогенных фетальных фибробластов кожи. Данные методы эффективны и значительно ускоряют процесс регенерации, но они дорогостоящи. Сроки для создания достаточного по площади трансплантата из кератиноцитов велики и составляют 2-3 недели, что увеличивает риск развития инфекционных и других осложнений. При использовании же фетального донорского материала возникают этические и правовые проблемы. В связи с этим исследователи обратили внимание на мезенхимальные стволовые клетки костного мозга, и оказалось, что использование ауто- или аллогенных предифференцированных фибробластоподобных мезенхимальных стволовых клеток (ФМСК) способствует заживлению глубоких ожоговых ран более эффективно.

Мезенхимальные стволовые клетки получают с помощью биопсии подвздошной кости. В дальнейшем МСК сохраняют методом криоконсервации, как исходный материал для получения ФМСК. При создании специальных условий микроокружения клеток путем подбора дополнительных биохимических компонентов и адгезивных условий МСК предифференцируются в ФМСК. После тщательной санации раны на всю поверхность ожоговых ран наносят суспензию ФМСК костного мозга. На поверхности и в глубине регенерирующих ран трансплантированные ФМСК сохраняют свою жизнеспособность и в процессе созревания продуцируют факторы, ускоряющие процесс регенерации ран. Среди них различают: основной фибробластический фактор роста (положительно влияет на рост всех типов клеток кожи), сосудистый эндотелиальный фактор роста (активно влияет на ангиогенез), кератиноцитовый фактор роста (усиливает заживление и эпителизацию ран, оказывая сильное стимулирующее воздействие на пролиферацию и адгезию кератиноцитов), тканеспецифические пептиды и др. Рана приобретает розовую окраску, грануляционная ткань разрастается по всей площади раны, ожоговая поверхность значительно сокращается, прекращается плазморея. В результате использования ФМСК ускоряется регенераторный процесс: сокращаются сроки клеточной инфильтрации и ускоряется темп новообразования сосудов, образования грануляционной ткани, снижается риск развития рубцовых образований, хорошо приживляются кожные трансплантаты.

Таким образом, изучение возможностей стволовых клеток и их использование очень важно для практической медицины. Так фибробластоподобные мезенхимальные стволовые клетки ускоряют заживление ожоговых ран благодаря выработке активных ростстимулирующих факторов, способствующих восстановлению тканей кожи и кровоснабжения пораженной области, что может найти применение в лечении тяжёлых ожоговых поражений.

Для цитирования: Николаева Л.Р., Ченцова Е.В., Полтавцева Р.А. и др. Трансплантация стволовых клеток при ожогах роговицы в эксперименте. Клиническая офтальмология. 2005;6(4):150.

Transpalantation of stem cells in corneal burns in experiment

in corneal burns in experiment
L.R. Nikolaeva, E.V. Chentsova,
M.V. Marei, G.L. Suhih
MNII of Gelmgoltsa of Roszdrav
Institute of Biology Development of Koltsov N.K.
Scientific Center of Obstetrics, Ginecology and Perinatology of RAMN, Moscow
Purpose: to study the influence of stem cells transplantation on the corneal reparation in experiment.
Materials and methods: Study was performed on the 75 chinchilla rabbits. Severe burn was created by application on the cornea of cotton fabric disc 7 mm diameter, sodden with 10% NaOH solution during 40 seconds. Cultured stem cells, which were taken from tissue of anterior cerebrum of embryo of 1 term of gestational process, were injected subconjunctivally in the studied animal’s eyes immediately after burn. Physiological solution was injected into the control eyes. Clinical evaluation of the condition of animal’s eyes was performed on 7, 14, 22, 30 and 60 days with focal and side illumination and biomicroscopy with fluorescein probe and photoregistration.
Results: Clinical study of studied animals eyes showed the acceleration of reparative processes in epithelium and corneal stroma, decrease of opacity density and square in comparison with control eyes. Corneal vascularization was more intense in control eyes. Productive inflammatory stage in experimental eyes with usage of cell technologies was notably reduced.
Conclusions: Stem cells exert stimulating influence on corneal reparation in burns in experiment.

Контент доступен под лицензией Creative Commons «Attribution» («Атрибуция») 4.0 Всемирная.

Читайте также: